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表观研究利器ATAC-seq,一举获得样本染色质开放区域信息

2018-07-30

大多数基因组中的染色质都紧密盘绕在细胞核内,但也有一些区域经染色质重塑后呈现出松散的状态,这部分 DNA 区域被称为开放染色质或可接近性染色质。染色质是否呈疏松结构是决定转录功能的关键因素。


染色质结构.png


DNA转座,是一种把DNA序列从染色体的一个区域搬运到另外一个区域的现象,由DNA转座酶来实现。这种转座插入DNA的前提是存在开放性染色质。ATAC-seq主要利用开放区域染色质对转座酶的敏感性来鉴定开放序列。


ATAC-seq.png

图1 ATAC-seq


ATAC-seq使用改造后的Tn5转座酶,并将转座DNA设计为测序接头,直接将测序接头引入开放染色质中,进行捕获测序。

 

ATAC-seq与其他开放性染色质研究的区别?


常见染色质开放性检测技术比较.png

图2. 常见染色质开放性检测技术比较

 

如图,事实上针对染色质开放性的研究已经持续了几十年,相关技术包括基于核酸酶切割的MNase-seq和DNase I,基于抗体富集的ChIP-seq和基于酚氯仿抽提的FAIRE-seq等。相比于这些传统的技术,ATAC-seq具有以下显著优势:

1. 操作简单省时,建库步骤简化,同时提高了可重复性并降低错误率;

2. 不依赖抗体,可实现对无ChIP级别抗体转录因子的结合位点分析;

3. 样本起始量大大降低,只需要105左右的细胞即可完成一次实验。



ATAC-seq在物料、耗时上的优势.png

图3. ATAC-seq在物料、耗时上的优势

 

ATAC-seq是否适用于我的研究领域?

 

ATAC-Seq 作为一种高性价比、获取信息全面、起始量低的研究方法,在动植物表型差异、复杂疾病、肿瘤研究中都具有广泛的应用前景。具体研究领域包括但不限于以下方面:

染色体开放性图谱绘制

作物表观修饰差异研究

胚胎发育表观遗传修饰

肿瘤发生表观机制研究

疾病潜在标志物的预测

肿瘤异质性或分型研究

  

ATAC-seq有哪些研究应用?


1. 获得样本间染色质开放性差异信息

ATAC-seq揭示耗竭T细胞的染色质开放性差异.png

图4. ATAC-seq揭示耗竭T细胞的染色质开放性差异


2017年,Debattama R. Sen等在《Nature》上发表T细胞耗竭的研究文章,发现在耗竭T细胞和效应T细胞之间,基因转录表达谱差异仅有9.75%,但ATAC-seq展示的染色质开放性差异高达44.48%,说明ATAC-seq的检测可以获得转录调控方面的重要信息,并且极为灵敏。


2. 揭示核小体位置(Nucleosome)

核小体定位研究实现肿瘤分型.png核小体定位研究实现肿瘤分型.png

图5. 核小体定位研究实现肿瘤分型


核小体定位变化总是伴随着基因表达模式的转变,其在转录调控、DNA复制和修复等多种细胞过程及肿瘤研究中有重要研究价值,也是目前表观遗传学研究的热点。例如,2016年Snyder等发表在《Cell》上的文章证实,不同种类肿瘤的核小体定位存在显著差异,可以借此进行肿瘤分型研究。


3. 全基因组范围的转录因子(TFs)结合位点分析



ATAC-seq检测转录因子结合位点.png

图6. ATAC-seq检测转录因子结合位点

 

确定转录因子结合位点(TFBS)是理解转录调控机制,建立转录调控网络的关键,可以提供基因表达机制层面的重要信息。转录因子结合位点预测是ATAC-seq的“拿手好戏”,可以在一次实验中获得全基因组范围内全部的TFBS,再结合ChIP-seq的验证,可将所有转录因子的“行踪”尽收眼底~

 

安诺基因搭建有国内领先的表观基因组学技术平台,可基于ATAC-seq,ChIP-seq及甲基化测序技术等为您提供完善的表观遗传研究方案。


目前安诺基因ATAC-seq正在火热销售中,详情请咨询当地销售经理~

 

参考文献:

[1] Qu Kun, Zaba Lisa C, Satpathy Ansuman T et al. Chromatin Accessibility Landscape of Cutaneous T Cell Lymphoma and Dynamic Response to HDAC Inhibitors[J].Cancer Cell, 2017, 32(1): 27-41.

[2] Sen Debattama R, Kaminski James, Barnitz R Anthony et al. The epigenetic landscape of T cell exhaustion[J].Science, 2016, 354(6316): 1165-1169.

[3] Snyder M W, Kircher M, Hill A J, et al. Cell-free DNA Comprises an In Vivo Nucleosome Footprint that Informs Its Tissues-Of-Origin[J]. Cell, 2016, 164(1-2):57-68.

[4] Buenrostro J D, Giresi P G, Zaba L C, et al. Transposition of native chromatin for fast and sensitive epigenomic profiling of open chromatin, DNA-binding proteins and nucleosome position[J]. Nature Methods, 2013, 10(12):1213.

[5] Meyer C A, Liu X S. Identifying and mitigating bias in next-generation sequencing methods for chromatin biology[J]. Nature Reviews Genetics, 2014, 15(11):709-721.



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